一、引言

骨髓間充質干細胞（BMSCs）作為一種具有多向分化潛能和自我更新能力的成體干細胞，在組織工程、再生醫(yī)學和細胞治療等領域展現(xiàn)出巨大的應用前景。大鼠是常用的實驗動物模型，其 BMSCs 的研究對于人類相關疾病和治療策略的探索具有重要的參考價值。綠色熒光蛋白（GFP）作為一種廣泛應用的報告基因，能夠在不影響細胞生理功能的情況下，實現(xiàn)對轉染細胞的可視化追蹤。因此，成功將 GFP 基因轉染至大鼠 BMSCs 對于深入研究 BMSCs 在體內的分布、遷移、分化等生物學過程至關重要。然而，BMSCs 具有更好的細胞特性，其轉染過程面臨著諸多挑戰(zhàn)，如轉染效率低、細胞毒性等問題。本研究旨在探索優(yōu)化的大鼠 BMSCs GFP 轉染方案，為相關領域的研究奠定堅實的實驗基礎。

二、材料與方法

（一）實驗動物

選取健康的成年 SD 大鼠（體重 200 - 250g），雌雄不限。所有大鼠均飼養(yǎng)于標準的動物實驗環(huán)境中，保持適宜的溫度、濕度和光照周期，自由飲水和進食。

（二）大鼠骨髓間充質干細胞的分離與培養(yǎng)

骨髓采集

通過頸椎脫臼法處死大鼠，在無菌條件下分離股骨和脛骨。用含有肝素（100 U/mL）的 PBS 沖洗骨髓腔，收集骨髓細胞懸液。

細胞分離與培養(yǎng)

將骨髓細胞懸液緩慢加入到密度為 1.073 g/mL 的淋巴細胞分離液上，進行密度梯度離心（2000 rpm，20 分鐘）。吸取中間的單個核細胞層，用 PBS 洗滌兩次（1000 rpm，5 分鐘）。然后，將細胞重懸于含有 10% 胎牛血清（FBS）、1% 青霉素 - 鏈霉素的低糖 DMEM 培養(yǎng)基中，接種于培養(yǎng)瓶中，置于 37℃、5% CO?的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)。24 小時后第一次換液，去除未貼壁的細胞，以后每 3 - 4 天更換一次培養(yǎng)基。

（三）綠色熒光蛋白轉染實驗

轉染試劑及載體

選用了兩種常見的轉染試劑，脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 和聚乙烯亞胺（PEI），以及攜帶綠色熒光蛋白基因（GFP）的質粒載體。質粒載體在使用前需進行大量提取和純化，確保其質量和純度符合轉染要求。

轉染前細胞準備

當 BMSCs 生長至 70 - 80% 匯合度時，進行轉染。在轉染前一天，將細胞接種于 6 孔板或 24 孔板中，每孔細胞數(shù)量根據(jù)板的規(guī)格進行調整，以保證轉染時細胞密度適宜。同時，更換新鮮的培養(yǎng)基，確保細胞處于良好的生長狀態(tài)。

脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 轉染方法

按照脂質體轉染試劑的說明書進行操作。首先，將適量的質粒 DNA（根據(jù)不同的實驗條件設置不同的量，范圍從 0.5 - 2μg）稀釋于無血清的 Opti - MEM 培養(yǎng)基中，輕輕混勻。然后，將 Lipofectamine 2000 試劑在另一管 Opti - MEM 培養(yǎng)基中稀釋，室溫孵育 5 分鐘。之后，將稀釋后的 DNA 溶液與 Lipofectamine 2000 溶液輕輕混合，室溫孵育 20 分鐘，形成轉染復合物。最后，將轉染復合物逐滴加入到含有細胞的孔中，輕輕晃動培養(yǎng)板，使復合物均勻分布。將培養(yǎng)板置于 37℃、5% CO?的培養(yǎng)箱中繼續(xù)培養(yǎng)。

聚乙烯亞胺（PEI）轉染方法

對于 PEI 轉染，將 PEI 與質粒 DNA 按照不同的質量比（N/P 比，范圍從 5 - 20）進行混合。先將質粒 DNA 稀釋于適量的 PBS 中，然后將 PEI 溶液緩慢加入到 DNA 溶液中，輕輕混勻，室溫孵育 15 - 30 分鐘，形成轉染復合物。將復合物加入到細胞培養(yǎng)孔中，操作過程與脂質體轉染類似。轉染后的細胞同樣置于 37℃、5% CO?的培養(yǎng)箱中培養(yǎng)。

（四）轉染效率及細胞活性檢測

熒光顯微鏡觀察

在轉染后 24、48 和 72 小時，使用熒光顯微鏡觀察細胞的 GFP 表達情況。隨機選取多個視野，計算每個視野中 GFP 陽性細胞的比例，以此評估轉染效率。同時，觀察細胞的形態(tài)和生長狀態(tài)，初步判斷轉染對細胞的影響。

流式細胞術分析

收集轉染后的細胞，用胰蛋白酶消化并制成單細胞懸液。通過流式細胞儀檢測 GFP 陽性細胞的比例，進一步精確評估轉染效率。同時，檢測細胞的活性指標，如細胞凋亡率等，以評估轉染試劑和過程對細胞的毒性作用。

細胞增殖能力檢測

采用 CCK - 8 法檢測轉染后細胞的增殖能力。在轉染后的不同時間點（0、24、48、72 小時等），向細胞培養(yǎng)孔中加入 CCK - 8 試劑，按照試劑盒的說明書操作，在酶標儀上測定吸光度值（OD 值）。根據(jù) OD 值繪制細胞增殖曲線，分析轉染對細胞增殖的影響。

三、結果

（一）大鼠骨髓間充質干細胞的培養(yǎng)與鑒定

經過密度梯度離心和培養(yǎng)，成功從大鼠骨髓中分離出 BMSCs。原代培養(yǎng)的 BMSCs 在接種 24 小時后開始貼壁，呈梭形或多角形。隨著培養(yǎng)時間的延長，細胞逐漸增殖并形成集落。傳代培養(yǎng)后，細胞形態(tài)保持穩(wěn)定，生長狀態(tài)良好。通過流式細胞術對細胞表面標志物進行檢測，結果顯示培養(yǎng)的 BMSCs 高表達間充質干細胞標志物 CD29、CD44 和 CD90，低表達造血干細胞標志物 CD34 和 CD45，證明所培養(yǎng)的細胞為 BMSCs。

（二）不同轉染試劑和條件下的轉染效率

脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000

在不同的 DNA 量條件下，轉染效率有所不同。當 DNA 量為 1μg 時，轉染后 24 小時，熒光顯微鏡下觀察到部分細胞表達 GFP，轉染效率約為 20%；48 小時后，轉染效率有所提高，達到約 35%；72 小時時，轉染效率可達 40% 左右。通過流式細胞術分析結果與熒光顯微鏡觀察基本一致，且在該轉染條件下，細胞凋亡率較低，細胞形態(tài)和增殖能力在轉染后短時間內未受到明顯影響。

聚乙烯亞胺（PEI）

不同 N/P 比下，PEI 的轉染效率存在差異。當 N/P 比為 10 時，轉染后 24 小時轉染效率約為 15%，48 小時后提高到約 30%，72 小時可達約 38%。隨著 N/P 比的增加，轉染效率有一定提高，但細胞凋亡率也相應增加。在 N/P 比為 20 時，雖然轉染效率可達到約 45%，但細胞凋亡明顯增加，細胞增殖能力受到顯著抑制。

（三）細胞活性檢測結果

流式細胞術檢測細胞凋亡

脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 轉染后的細胞凋亡率在轉染后 24 小時約為 5%，48 小時約為 8%，72 小時約為 10%。而 PEI 轉染的細胞在不同 N/P 比下凋亡率不同，N/P 比為 10 時，24 小時凋亡率約為 8%，48 小時約為 12%，72 小時約為 15%；N/P 比為 20 時，24 小時凋亡率可達約 15%，48 小時約為 20%，72 小時約為 25%。

CCK - 8 法檢測細胞增殖

脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 轉染后的細胞在轉染后 48 小時內增殖能力與未轉染細胞相比無明顯差異，但在 72 小時時增殖速度略有減慢。PEI 轉染的細胞在 N/P 比為 10 時，48 小時后增殖能力開始受到一定影響，而在 N/P 比為 20 時，細胞增殖在轉染后 24 小時就明顯受到抑制。

四、討論

（一）大鼠骨髓間充質干細胞培養(yǎng)的優(yōu)化

在本研究中，通過密度梯度離心法成功從大鼠骨髓中分離出 BMSCs，并在適宜的培養(yǎng)條件下實現(xiàn)了穩(wěn)定的培養(yǎng)。在細胞培養(yǎng)過程中，培養(yǎng)基的選擇、血清濃度以及培養(yǎng)環(huán)境等因素對于 BMSCs 的生長和增殖至關重要。低糖 DMEM 培養(yǎng)基和 10% FBS 的組合能夠滿足 BMSCs 的營養(yǎng)需求，同時減少細胞分化的可能性。此外，第一次換液時間的選擇也會影響細胞的純度和生長狀態(tài)，本研究在 24 小時后換液有效地去除了未貼壁的血細胞等雜質。

（二）轉染試劑和條件對轉染效率的影響

脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000

Lipofectamine 2000 作為一種常用的轉染試劑，在本研究中表現(xiàn)出較好的轉染效率和較低的細胞毒性。其轉染效率隨著時間的延長而提高，這可能是由于隨著時間推移，更多的質粒 DNA 進入細胞核并實現(xiàn)基因表達。合適的 DNA 量對于轉染效率和細胞活性的平衡至關重要，本研究中 1μg 的 DNA 量在保證一定轉染效率的同時，對細胞的損傷較小。

聚乙烯亞胺（PEI）

PEI 的轉染效率與 N/P 比密切相關。在一定范圍內，隨著 N/P 比的增加，轉染效率提高，但同時細胞毒性也增加。這是因為高 N/P 比下，PEI 與 DNA 形成的復合物可能會對細胞產生更大的物理和化學刺激，導致細胞凋亡增加和增殖能力下降。因此，在使用 PEI 轉染時，需要綜合考慮轉染效率和細胞活性，選擇合適的 N/P 比。

（三）轉染對細胞生物學行為的影響

轉染過程不僅影響轉染效率，還會對細胞的生物學行為產生影響，如細胞凋亡和增殖。本研究結果表明，不同的轉染試劑和條件對細胞凋亡和增殖的影響不同。脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 對細胞的影響相對較小，而 PEI 在高 N/P 比時對細胞的損傷較為明顯。這提示我們在進行轉染實驗時，需要全面評估轉染對細胞的影響，以確保轉染后的細胞能夠保持其生物學功能，滿足后續(xù)實驗的要求。

五、結論

本研究成功建立了大鼠骨髓間充質干細胞的培養(yǎng)體系，并對其進行了綠色熒光蛋白轉染實驗。通過比較脂質體轉染試劑 Lipofectamine 2000 和聚乙烯亞胺（PEI）在不同條件下的轉染效率和對細胞活性的影響，發(fā)現(xiàn) Lipofectamine 2000 在較低的 DNA 量下能夠獲得較好的轉染效率且對細胞毒性較小，而 PEI 在合適的 N/P 比下也可實現(xiàn)較高的轉染效率，但需要注意其細胞毒性。本研究結果為進一步利用大鼠骨髓間充質干細胞進行細胞追蹤、組織工程和再生醫(yī)學等領域的研究提供了重要的實驗依據(jù)和技術支持，同時也為優(yōu)化 BMSCs 轉染方案提供了參考。在未來的研究中，可以進一步探索新的轉染技術和方法，以提高轉染效率和降低細胞毒性，更好地發(fā)揮 BMSCs 在生物醫(yī)學研究中的作用。